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Fragestellung: Der Einsatz von humanen Adipose-derived Stem Cells (hASC) findet eine zunehmende Bedeutung in der Plastischen Chirurgie und eröffnet neue therapeutische Möglichkeiten. Die Isolation dieser multipotenten, hochproliferativen Stammzellen wurde ausgiebig beschrieben, es existieren verschiedene Standardprotokolle. Da zum Tissue engineering große Zellzahlen benötigt werden, ist die sogenannte „Stemness“, d.h. die Summe der Eigenschaften von Stammzellen, die sie von differenzierten Zellen unterscheidet, essentiell. Dazu gehört neben der Multipotenz die Fähigkeit zur Selbsterneuerung. Hierdurch können Stammzellen theoretisch beliebig oft in der Zellkultur passagiert werden. Jedoch zeigt die Erfahrung, dass eine Bewahrung der Stammzelleigenschaften, die sich neben der Differenzierbarkeit in die osteogene, chondrogene und adipogene Linie durch die Expression von Oberflächenmarkern und ebenfalls sogenannter „Stemness-related Genes“ (SRG) nachweisen lassen, selbst unter optimalen Bedingungen höchstens 15 bis 20 Passagen möglich sind, bevor eine nachlassende Expression der SRG eintritt.

Daher war die Fragestellung dieser Studie die Frage, inwiefern sich eine Expression von SRG, typischen Oberflächenmarkern sowie zellbiologischen Parametern wie die Zellverdopplungszeit (ZVZ) durch Verwendung xeno- oder allogenen Serums sowie durch Modulation der Passagierungsbedingungen optimieren lässt.

Material und Methoden: Für diese Studie wurden hASC aus humanem Fettgewebe nach in unserer Klinik durchgeführten Abdominoplastiken mit Einverständnis des Patienten und Genehmigung der Ethikkommission nach einem Standardprotokoll gewonnen. Diese hASC wurden bis Passage 5 kultiviert, wobei jeweils eine Gruppe mit kommerziell erhältlichem fetalem Kälberserum (FCS) und die andere mit eigens hierfür hergestelltem humanen Serum von gesunden Spendern (HS) gezüchtet wurde. Zudem wurden jeweils Subgruppen gebildet, wobei jeweils bei Erreichen von 80% Konfluenz eine Ablösung entweder mit Trypsin-EDTA 0,1% in PBS (TE) oder PBS alleine erfolgte.

Definierte Oberflächenmarker wurden durchflusszytometrisch bestimmt und die Expression von SRG mittels quantitativer Realtime-PCR (qRT-PCR) quantifiziert.

Ergebnisse: Bezüglich Zellmorphologie und durchflusszytometrischem Phänotyp konnten keine signifikanten Unterschiede gefunden werden, alle Gruppen zeigten CD73 und CD90 als Positiv- und CD11b und CD 31b als Negativmarker. Ein geringer Anstieg über die Passagen konnte für STRO1 gefunden werden, ebenfalls fand sich eine mit der Passage zunehmende Inkonsistenz des Expressionsmuster der Oberflächenmarker. CD105 zeigte eine unterschiedliche Expression zwischen den TE- und PBS-Gruppen. Bezüglich der Expression von SRG konnte eine zeitabhängige Minderung von MCAM und cKit beobachtet werden. Eine signifikante, passagenabhängige Änderung der ZVZ bestand zwischen der HS- und der FCS-Gruppe mit höherer ZVZ bei den HS-kultivierten Zellen.

Schlussfolgerungen: Passageabhängige Änderungen konnten bereits innerhalb der fünf ersten Passagen gezeigt werden, so dass durch die Dissoziation einer Stammzelle aus der Stammzellnische in vivo und Kultivierung unter in vitro-Bedingung eine Veränderung der Stammzelleigenschaften postuliert werden kann. Ein Marker hierfür kann eine zunehmende Expression von STRO1 sein. Die zunehmende Inkonsistenz der Expressionsmuster lässt auf eine zunehmend polyklonale und somit geringgrad hetereogene Zellpopulationen schließen, die ebenfalls eine Beeinflussung durch die Zellablösung bei der Passagierung erfahren. Eine mögliche Erklärung für die höhere ZVZ der HS-ASC könnte eine höhere Bindungsrate von Wachstumsfaktor aufgrund von allogenen Epitopen sein.

Letztendlich legen unsere Ergebnisse nahe, dass Qualität und womöglich auch Sicherheit der Anwendung von hASC durch unterschiedliche Isolationsprotokolle beeinflusst werden können. Zudem sollte auf eine möglichst niedrige Passagenummer verwendet werden, um noch eine möglichst authentische Expression von SRG zu gewährleisten.